Przyporządkuj nazwę do odpowiedniego oznaczenia liczbowego.

R1DJP7reALuTJ

W strukturze chlorofilu znajduje się układ porfirynowy. Zbudowany jest z czterech pierścieni pirolowych. Pomiędzy atomami tworzącymi pierścień kształtują się naprzemiennie ułożone wiązania pojedyncze i podwójne, formujące tzw. układ wiązań sprzężonych, zdolny do absorpcji promieniowania świetlnego. W centrum układu porfirynowego znajduje się atom magnezu połączony z atomami azotu pierścieni pirolowych. Elektrony porfiryny ulegają wzbudzeniu pod wpływem światła absorbowanego przez układ wiązań sprzężonych. Oznaczono też fitol. To alkohol zbudowany z dwudziestu atomów węgla. Wykazuje właściwości hydrofobowe, dzięki czemu wnika w dwuwarstwę fosfolipidową i zakotwicza cząsteczkę barwnika w błonie fotosyntetycznej. We wzorze oznaczono grupa metylową, charakterystyczna dla chlorofilu a, oraz grupę aldehydową charakterystyczną dla chlorofilu b. Za stabilizację chlorofilu a w błonie tylakoidów odpowiada fitol.

Poniższy wykres przedstawia widma absorpcyjne chlorofilu a (krzywa zielona), beta‑karotenu (krzywa pomarańczowa) i fikoerytrobiliny (krzywa różowa) oraz widma czynnościowe fotosyntezy roślin (krzywa niebieska) i krasnorostu (krzywa bordowa).

Rkxk66F94xcYo

Wykres przedstawia widma czynnościowe fotosyntezy roślin. Zestawiono: zjawisko absorpcji światła w procentach, z długością fali w nanometrach i względnym natężeniem fotosyntezy w procentach. Dla krasnorostu. Widmo czynnościowe ma kolor fioletowej krzywej. Osobnymi liniami zaznaczono widma: beta karotenu, fikoerytrobiliny i chlorofilu a. Średnie widmo czynnościowe roślin wyznacza niebieska krzywa. Rośliny przeprowadzają fotosyntezę wykorzystując szerszy zakres długości fal niż krasnorosty. Widmo czynnościowe fotosyntezy roślin jest szersze niż widmo absorpcyjne chlorofilu a ze względu na obecność barwników pomocniczych w chloroplastach roślinnych.

Chlorofil a, podobnie jak inne chlorofile, wykazuje fluorescencję, czyli emituje światło po naświetleniu światłem UV. W normalnych warunkach ok. 80% promieniowania świetlnego zostaje wykorzystane na reakcje fazy jasnej fotosyntezy. Spośród pozostałych 20% od 2% do 5% emitowane jest w postaci czerwonej fluorescencji chlorofilu, reszta – w postaci energii cieplnej.

Dzięki technologii satelitarnej możliwe jest mierzenie poziomu eutrofizacji wód oceanicznych na drodze pomiaru fluorescencji chlorofilu a w wierzchnich warstwach oceanów. Wysoki poziom fluorescencji świadczy o dużej ilości fitoplanktonu emitującego część światła, która nie została zaabsorbowana przez barwniki fotosyntetyczne. Eutrofizacja polega na użyźnieniu wód związkami azotu i fosforu, co powoduje początkowo korzystny wzrost biomasy organizmów wodnych. Nadmierna eutrofizacja skutkuje jednak zakwitami fitoplanktonu, czego skutkiem jest zmniejszenie przezroczystości wody i poziomu jej natlenowania. Nadmierna eutrofizacja może doprowadzić do śmierci wielu organizmów żyjących w danym zbiorniku wodnym.

Indeks górny Na podstawie: Magdalena D. Cetner i in., Zastosowanie pomiarów fluorescencji chlorofilu w badaniach środowiskowych, „Kosmos. Problemy nauk biologicznych” 2016, t. 65, nr 2, s. 197–205. Indeks górny koniec^{Na podstawie: Magdalena D. Cetner i in., Zastosowanie pomiarów fluorescencji chlorofilu w badaniach środowiskowych, „Kosmos. Problemy nauk biologicznych” 2016, t. 65, nr 2, s. 197–205.}

W roku 2010 odkryto nowy rodzaj chlorofilu – chlorofil f. Barwnik ten absorbuje światło o długości fali 760 nm, czyli o 20 nm dłuższej niż wcześniej odkryty chlorofil d. Oznacza to, że chlorofil f może absorbować światło podczerwone (zakres długości fali światła widzialnego to 380–750 nm). Przed tym odkryciem przypuszczano, że światło o tak małej energii fotonu jak światło podczerwone nie może doprowadzić do wzbudzenia elektronu. Chlorofil f odkryto po raz pierwszy u sinic żyjących w stromatolitach u wybrzeży Australii.

Dokładna rola chlorofilu f w przebiegu reakcji fotosyntetycznych nie jest znana. Wiadomo jednak, że zastępuje on pewną ilość cząsteczek chlorofilu a w układzie antenowym fotosystemu I. Działania nowoczesnej biotechnologii zmierzają do wprowadzenia genu kodującego chlorofil f do genomu roślin uprawnych.

Indeks górny Na podstawie: Martijn Tros i in., Harvesting far‑red light: Functional integration of chlorophyll f into Photosystem I complexes of Synechococcus sp. PCC 7002, „Biochimica et Biophysica Acta – Bioenergetics” 2020; 1861(8), s. 148206. Indeks górny koniec^{Na podstawie: Martijn Tros i in., Harvesting far‑red light: Functional integration of chlorophyll f into Photosystem I complexes of Synechococcus sp. PCC 7002, „Biochimica et Biophysica Acta – Bioenergetics” 2020; 1861(8), s. 148206.}

Poniższa tabela przedstawia zawartość wybranych makroelementów w różnych częściach buraka pastewnego (Beta vulgaris subsp. vulgaris) dla gleby o pH 5,6–6,5.

Indeks górny Na podstawie: Antoni Rogóż, Monika Tabak, Contents of selected macroelements in soils, potatoes and fodder beets at variable soil reaction, „Soil Science Annual” 2018, Vol. 66(1), s. 3‑9. Indeks górny koniec^{Na podstawie: Antoni Rogóż, Monika Tabak, Contents of selected macroelements in soils, potatoes and fodder beets at variable soil reaction, „Soil Science Annual” 2018, Vol. 66(1), s. 3‑9.}